Грибковый паразитизм на диатомовых водорослях изменяет формирование и биологию

Новости

ДомДом / Новости / Грибковый паразитизм на диатомовых водорослях изменяет формирование и биологию

May 01, 2023

Грибковый паразитизм на диатомовых водорослях изменяет формирование и биологию

Том коммуникативной биологии

Биология связи, том 6, Номер статьи: 206 (2023) Цитировать эту статью

1381 Доступов

1 Цитаты

3 Альтметрика

Подробности о метриках

Фитопланктон составляет основу водных пищевых сетей и круговорота элементов в различных водных системах. Однако судьба органических веществ, полученных из фитопланктона, часто остается нерешенной, поскольку она контролируется сложными взаимосвязанными процессами реминерализации и седиментации. Здесь мы исследуем редко рассматриваемый механизм контроля тонущих потоков органических веществ: грибковые паразиты, заражающие фитопланктон. Мы демонстрируем, что бактериальная колонизация усиливается в 3,5 раза на инфицированных грибами клетках фитопланктона по сравнению с неинфицированными клетками в культивируемой модельной патосистеме (диатомовая синедра, грибковый микропаразит Zygophlyctis и совместно растущие бактерии) и даже в ≥17 раз в полевые популяции (Planktothrix, Synedra и Fragilaria). Дополнительные данные, полученные с использованием модельной системы Synedra-Zygophlyctis, показывают, что грибковые инфекции снижают образование агрегатов. Более того, углеродное дыхание в 2 раза выше, а скорость осаждения на 11–48% ниже для зараженных грибами агрегатов одинакового размера по сравнению с незараженными. Наши данные показывают, что паразиты могут эффективно контролировать судьбу органического вещества, полученного из фитопланктона, в масштабе от одной клетки до одного агрегата, потенциально усиливая реминерализацию и уменьшая седиментацию в пресноводных и прибрежных системах.

Фитопланктон растет быстро, обновляя свою биомассу раз в неделю и оставляя после себя несколько гигатонн разлагающегося органического вещества в толще воды водной биосферы1,2. Большая часть этого разлагающегося органического вещества реминерализируется в эвфотической зоне, но критическая фракция экспортируется в более глубокие слои в виде тонущих твердых частиц в различных системах, включая пресноводные3,4 и прибрежные среды5,6. Таким образом, твердые органические вещества переносятся через толщу воды к отложениям – механизм, который управляет бенто-пелагическим взаимодействием, т. е. обменом энергией, массой и питательными веществами между пелагическими и донными средами обитания. Таким образом, опускание органического вещества поддерживает жизнь ниже эвфотической зоны7, но, с другой стороны, это также может привести к распространению вод с дефицитом кислорода по всему миру в районах, где потребление кислорода за счет реминерализации органического вещества превышает доступное снабжение кислородом8,9,10. Таким образом, судьба органических веществ, полученных из фитопланктона, имеет ключевое значение для водных пищевых сетей и биогеохимических циклов.

После цветения клетки фитопланктона вместе с фекальными гранулами и другим детритом могут коагулировать в агрегаты, называемые озерным или морским снегом, которые быстро тонут со скоростью до нескольких сотен метров в день11. В этом отношении тонущие агрегаты являются основными переносчиками (не)органического вещества на глубину12. Образование, реминерализация и седиментация агрегатов обычно объясняются физическими и биологическими процессами, причем последние тесно связаны с выеданием зоопланктона, бактериальной деградацией и вирусным лизисом12,13,14,15,16. Однако недавние данные свидетельствуют о том, что нам все еще не хватает некоторых важных звеньев в сети механизмов биологического контроля вертикальных потоков органических веществ17. Водные грибы, например, почти не рассматриваются в этом контексте, хотя они широко распространены и активны в различных водных системах18,19, простираясь от высокогорных озер20 над прибрежными районами21 до глубокого моря22. Например, представители грибного подразделения Chytridiomycota, называемые хитридами, могут жить как микропаразиты на клетках фитопланктона. Эти хитриды традиционно хорошо документированы в озерах23, особенно во время цветения, когда численность хозяев высока24,25. Совсем недавно они также привлекли все большее внимание в прибрежных системах после того, как были обнаружены с помощью микроскопии, например, в высокопродуктивном районе апвеллинга у побережья Чили26, в Северном Ледовитом океане27,28 и во время вредоносного цветения водорослей в Средиземном море29. Используя методы высокопроизводительного секвенирования, Chytridiomycota также была обнаружена в других морских регионах30,31,32,33,34, а численность Chytridiomycota на основе ДНК была коррелирована с цветением фитопланктона или хлорофиллом в прибрежных регионах33,35,36,37, 38. Таким образом, хитриды часто встречаются в пресноводных и прибрежных регионах, где обычно предполагается сильная связь между бентосом и пелагией7,39, тогда как в регионах открытого океана их распространение менее очевидно, поскольку наблюдения до сих пор наблюдались редко40.

 0.05, t-test, N = 3 flasks) but significantly lower chlorophyll a contents in the infected vs. non-infected cultures during day 4–9 (e.g., day 9: 9.5 ± 1.2 and 30.1 ± 1.7 ng chl a mL−1, respectively, P < 0.001, t-test, N = 3 flasks, Fig. 2c). Nutrient concentrations (analyzed at the end of the incubations on day 9) were similar in both culture treatments (NO3− + NO2−: 225 ± 2 and 243 ± 9 µmol L−1, P = 0.07; soluble reactive phosphorous: 31 ± 2 and 34 ± 3 µmol L−1, P = 0.32; and dissolved organic carbon: 332 ± 24 and 299 ± 11 µmol L−1 in the non-infected and infected treatment, respectively, P = 0.12, t-test, N = 3 flasks)./p>

 0.22). Similar to TEP concentrations, CSP concentrations increased until day 6 and decreased thereafter (range: 0.07–0.39 µg BSA equ. mL−1, Fig. 2e), but no statistically significant differences were detected between treatments (P = 0.34 for GLMM, F4,16 = 1.2145 and P > 0.09 for pair-wise comparison between single sampling days). Microscopy-derived numbers of TEP and CSP were highly variable, ranging from 119 to 3672 TEP mL−1 (dTEP = 2–4 µm, A = 3–12 µm2) and from 966 to 21,196 CSP mL−1 (dCSP = 3–6 µm, A = 9–32 µm2) in both culture treatments (ranges represent mean values during day 0–9, data are listed in Supplementary Data 6). No statistically significant differences in TEP and CSP sizes and areas between treatments were detected (P > 0.13)./p>1.3–5.6 mm) became abundant, and both size classes (d = 0.4–1.3 mm and >1.3–5.6 mm) were 6 ± 4-times less abundant (range: 2–14-times) and comprised 9 ± 7-times less cumulative aggregate volume (range: 3–25-times, N = 10 time points) during fungal infections. Aggregates within the smallest size bin (d = 0.35–0.46 mm) were most abundant (up to 80 and 26 aggregates L−1 in the non-infected and fungal-infected treatment, respectively, Fig. 4e, f), while large aggregates (d = 2.2–3.8 mm) accounted for most of the cumulative aggregate volume (up to 20 and 2 mm3 L−1 in the non-infected and fungal-infected treatments, respectively, Fig. 4g, h)./p>

 5.6 mm were not present). We counted the number of aggregates per size class, reported as aggregate number concentration N(d) (# L−1). To describe the number concentration as a function of size, the aggregate size spectrum n(d) (# L−1 mm−1) was calculated as/p>